Bu deneysel kimya çalışması, lizozom hedefleyici gruplarda yaygın biçimde kullanılan morfolinin yalnız hedefleme işlevi görüp görmediğini değil, aynı zamanda bir H₂S floresan probunun kendi algılama performansını nasıl değiştirdiğini araştırıyor. DNBS tabanlı 1,8-naftalimit floresan prob, 2,4-dinitrobenzenesülfonil grubunun başlangıçta florofor emisyonunu baskıladığı ve HS⁻ ile reaksiyon sonrasında DNBS grubunun ayrılmasıyla floresansın yeniden ortaya çıktığı reaksiyon-temelli bir kimyasal sensördür. Araştırmacılar morfolin ile florofor arasındaki yapısal bağlantıyı değiştiren S1–S5 adlı beş prob sentezledi. S1'de bağlayıcı bulunmazken S2 iki karbonlu, S3 üç karbonlu, S4 fenil ve S5 benzil bağlayıcı içerir. Çözelti tabanlı spektroskopik ölçümlerde S2 en güçlü floresans artışını ve serideki en düşük algılama sınırını, 0,4 µM, gösterdi. S5 yaklaşık 7 dakikada daha hızlı maksimum yanıta ulaşmasına rağmen sinyal büyüklüğü çok düşük kaldı. Sonuçlar, morfolin ile 1,8-naftalimit çekirdeği arasındaki iki karbonlu ayırıcının bu prob ailesinde en elverişli yapı olduğunu göstermektedir. Bununla birlikte çalışma canlı hücre, lizozom veya hayvan görüntüleme deneyi içermemektedir; dolayısıyla sonuçlar çözelti tabanlı H₂S algılama performansıyla sınırlıdır.

Prob serisinin temel spektral davranışı ortaktır. NaHS eklenmeden önce 338 nm civarında absorpsiyon görülür ve DNBS grubunun fotoindüklenmiş elektron transferi (photoinduced electron transfer, PET) yoluyla söndürme etkisi nedeniyle floresans zayıftır. NaHS eklendiğinde 338 nm absorpsiyonu azalırken 452 nm civarında yeni bir absorpsiyon bandı ve 605 nm'de belirgin bir emisyon bandı ortaya çıkar. Kaynak bu değişimi HS⁻ tarafından tetiklenen nükleofilik aromatik yer değiştirme reaksiyonu, yani S_NAr, ile ilişkilendirmektedir.

S1–S5'in NaHS için hesaplanan algılama sınırları sırasıyla 2,0; 0,4; 1,1; 6,2 ve 8,2 µM'dir. S2 yalnız düşük LOD değeriyle değil, yüksek floresans çıktısı, geniş pH toleransı, farklı solventlerde çalışabilmesi ve test edilen biyolojik olarak ilgili nükleofiller karşısındaki seçiciliğiyle serinin genel olarak en başarılı probu olarak değerlendirilmiştir.

Hidrojen sülfür, H₂S, yalnız toksik bir gaz olarak değil, biyolojik sistemlerde sinyal iletimine katılabilen küçük ve difüzibl bir gazotransmitter olarak da incelenmektedir. Kaynağın dayandığı literatürde endojen H₂S üretimi başta cystathionine β-synthase, cystathionine γ-lyase ve 3-mercaptopyruvate sulfurtransferase enzim sistemleriyle ilişkilendirilir. H₂S'nin vasküler tonus, nöromodülasyon, redoks dengesi ve sitoproteksiyon gibi süreçlerle ilişkisi, bu molekülün biyolojik ortamlardaki konumunu ve derişimini takip edebilen sensörlere duyulan ilgiyi artırmıştır.

Çalışmanın özel motivasyonu lizozomlardır. Lizozomlar asidik hücre içi organellerdir ve morfolin içeren küçük moleküller zayıf bazik karakterleri nedeniyle asidik lizozomal lümende protonlanarak iyon tuzaklanmasına uğrayabilir. Bu nedenle morfolin, lizozom hedefli floresan problarda yaygın biçimde kullanılan bir yapısal birimdir.

Ancak hedefleyici bir grubun prob üzerine eklenmesi her zaman kimyasal açıdan “pasif” değildir. Morfolin grubunun florofora ne kadar yakın olduğu ve aradaki bağlayıcının alifatik veya aromatik olması; elektronik dağılımı, protonasyon davranışını, lokal mikroçevreyi ve floresansı söndüren elektron transferi yollarını etkileyebilir. Çalışmanın özgün araştırma sorusu tam olarak bu noktadadır: aynı H₂S reaksiyon merkezi korunurken morfolin–florofor bağlantısının değiştirilmesi sensör performansını değiştiriyor mu?

DNBS tabanlı H₂S floresan probu nasıl çalışır?

DNBS tabanlı H₂S probunda 2,4-dinitrobenzenesülfonil grubu başlangıçta floroforun floresansını PET mekanizmasıyla baskılar; H₂S/HS⁻ sistemiyle karşılaşıldığında daha nükleofilik HS⁻ türü DNBS biriminde S_NAr reaksiyonunu tetikler, DNBS'nin ayrılmasıyla serbest florofor açığa çıkar ve floresans yeniden güçlenir.

“Kapalı” durum: DNBS floresansı neden baskılıyor?

S1–S5 problarında 1,8-naftalimit çekirdeği floresan sinyal üretme görevini üstlenirken DNBS grubu reaksiyona duyarlı maskeleme ve söndürme birimidir. Kaynak, NaHS bulunmadığında tüm probların 338 nm civarında benzer absorpsiyon gösterdiğini ve 445 nm civarındaki floresansın yalnız zayıf olduğunu raporlamaktadır. Bu düşük emisyon DNBS grubuyla ilişkili PET söndürme süreciyle açıklanmaktadır.

“Açık” durum: HS⁻ geldiğinde ne değişiyor?

NaHS eklendiğinde çözelti içinde H₂S/HS⁻ dengesi oluşur. Özellikle HS⁻ güçlü nükleofilik özellik gösterir ve DNBS grubuna saldırarak reaksiyon-temelli ayrılmayı tetikler. Deneyde bu kimyasal dönüşüm iki bağımsız optik işaretle izlenmiştir: 338 nm absorpsiyonunun azalması ve yaklaşık 452 nm'de yeni absorpsiyonun oluşması; buna paralel olarak 605 nm'de belirgin floresans emisyonunun ortaya çıkması.

Bu nedenle sistem yalnız “daha parlak oldu” şeklinde değerlendirilmemiştir. Absorpsiyon oranının değişmesi ve floresansın güçlenmesi aynı kimyasal reaksiyonun iki spektroskopik göstergesi olarak kullanılmıştır.

Neden morfolin kullanıldı?

Morfolin çalışma bağlamında iki bilimsel rol taşır. Birincisi, literatürde asidik lizozomal ortamda protonlanıp birikebilmesi nedeniyle lizozom hedefleme birimi olarak kullanılmasıdır. İkincisi ise bu makalenin doğrudan araştırdığı roldür: morfolinin 1,8-naftalimit çekirdeğine nasıl bağlandığı, H₂S algılama performansını elektronik ve fotofiziksel yollarla değiştirebilir.

Çalışma ikinci rolü çözeltide doğrudan test etmektedir. Birinci rol, yani gerçek hücre içindeki lizozomal birikim, bu makalede yeni hücresel görüntüleme deneyiyle doğrulanmamıştır.

Beş prob arasındaki yapısal fark nedir?

Neden S2 en iyi performansı gösterdi?

S2, iki karbonlu alifatik bağlayıcının morfolini 1,8-naftalimit çekirdeğinden yeterli biçimde ayırması sayesinde seride en yüksek floresans artışını ve en düşük LOD değerini göstermiştir; kaynak, doğrudan bağlanan S1'de ve özellikle aromatik fenil/benzil bağlayıcılı S4–S5'te ek PET söndürme yollarının sinyali azaltabileceğini önermektedir.

Bu mekanistik açıklama kaynağın yapısal karşılaştırmasına dayanan yorumudur. Çalışma elektronik yapı hesabı veya kuantum kimyasal PET enerji diyagramı sunmamaktadır. Dolayısıyla fenil ve benzil bağlayıcıların sinyali tam olarak hangi orbital enerji değişimiyle azalttığı bu makalede doğrudan hesaplanmış değildir.

S2 ile S3 arasındaki fark

S2 ve S3 ikisi de alifatik ayırıcı taşır ve her ikisi aromatik bağlayıcılı S4–S5'ten daha iyi performans gösterir. Ancak S2'nin floresans yanıtı daha güçlüdür. 500 µM NaHS koşulunda S1 ve S3'ün floresans yoğunlukları S2'nin yaklaşık sırasıyla %40 ve %60'ı düzeyinde raporlanmıştır.

S5 neden hızlı olduğu halde iyi bir sensör sayılmadı?

S5'in kinetiği sinyal büyüklüğünden farklı bir performans boyutunu gösterir. Normalize edilmiş kinetik eğride S5 yaklaşık 7 dakikada maksimum değerine ulaşarak diğer problardan daha hızlı tepki verir. Fakat maksimum mutlak floresans çıktısı oldukça düşüktür. Bir sensör için yalnız reaksiyonun hızlı olması değil, hedef ile arka plan arasında yeterince güçlü ve güvenilir optik ayrım oluşması da gerekir. Bu nedenle kaynak S2'yi genel performans açısından üstün kabul etmektedir.

Algılama sınırı nasıl hesaplandı?

Kaynak LOD değerini aşağıdaki ilişkiyle hesaplamıştır:

\(\mathrm{LOD} = \frac{3\sigma}{\kappa}\)

Burada σ, blank yani hedef analit eklenmemiş örnek sinyalinin 20 ölçümden hesaplanan standart sapmasıdır. κ ise NaHS kalibrasyon doğrusunun eğimidir. Eğim büyüdükçe aynı konsantrasyon değişimine karşı daha büyük sinyal değişimi elde edilir; blank sinyal değişkenliği küçüldükçe ise daha zayıf analit miktarları arka plandan ayrılabilir.

S2 için hesaplanan 0,4 µM LOD, aynı hesap yöntemi altında S1, S3, S4 ve S5'ten daha düşük olduğu için bu seride en yüksek analitik duyarlılığa karşılık gelmektedir.

Doğrusal çalışma bölgesi

NaHS titrasyonları 0–500 µM aralığında gerçekleştirilmiştir. Tüm probların 605 nm floresans yoğunluğu için 0–120 µM NaHS aralığında doğrusal ilişki raporlanmıştır. Daha yüksek konsantrasyonlarda özellikle S2, S1 ve S3 doygunluğa yaklaşmıştır.

Absorpsiyon tarafında ise A₄₅₂/A₃₃₈ oranı NaHS konsantrasyonu arttıkça yükselmiştir. Bu rasyometrik absorpsiyon değişimi, 338 nm başlangıç absorpsiyonunun azalması ile 452 nm ürün bandının güçlenmesini aynı ölçüm içinde birleştirir.

Çözücü neden bu kadar önemli?

1,8-naftalimit yapılarının fotofiziksel özellikleri solvent polaritesi ve solvasyon çevresinden etkilenebilir. Araştırmacılar bu nedenle S2'yi asetona, metanole, THF'ye, asetonitrile, DMSO'ya ve 2-metoksietanole dayalı %70 solvent/PBS karışımlarında karşılaştırmıştır.

Kaynak ayrıca mutlak floresans artışını DMSO ortamında 63,6 kat, MeOEtOH ortamında 3,3 kat olarak bildirir. Dolayısıyla solvent yalnız sinyal seviyesini değil, DNBS ayrılmasının ve floroforun ortaya çıkan fotofiziksel davranışının toplam gözlenen çıktısını önemli ölçüde etkilemektedir.

pH, H₂S algılamasını neden değiştiriyor?

Sulu sistemlerde H₂S, HS⁻ ve daha yüksek pH'da S²⁻ arasında asit–baz dengeleri bulunur. DNBS reaksiyonunu tetikleyen nükleofilik tür açısından bu denge önemlidir. Kaynak, pH 1–4 aralığında NaHS eklenmesine rağmen floresans artışının çok zayıf olduğunu ve bunu daha az nükleofilik H₂S türünün baskınlığıyla ilişkilendirmektedir.

pH 4–9 aralığında belirgin floresans artışı görülür. pH 10'un üzerinde ise NaHS bulunmadan bile arka plan floresansının yükselmeye başladığı bildirilmiş ve bu durum hidroksit kaynaklı DNBS ester hidroliziyle ilişkilendirilmiştir.

Kaynak burada iki farklı sınır ifadesi kullanır: deney tartışması “optimal çalışma aralığını” pH 4–10 olarak verirken abstract ve sonuç pH 4–9 ifadesini kullanmaktadır. Verianla bu iki ifadeyi tek bir kesin aralığa dönüştürmez.

Seçicilik nasıl sınandı?

S2'nin 10 µM çözeltisi, olası girişim oluşturucularla ayrı ayrı inkübe edilmiştir. F⁻, Cl⁻, Br⁻, I⁻, HSO₃⁻, HSO₄⁻, IO₃⁻, OAc⁻, NO₂⁻, HPO₄²⁻ ve askorbik asit için 100 µM; hücre içinde daha yüksek konsantrasyonda bulunabilen glutatyon ve sistein için 1,0 mM kullanılmıştır.

30 dakikalık inkübasyonun ardından 605 nm floresansında yalnız NaHS belirgin bir artış oluşturmuştur. Sistein küçük bir sinyal artışı meydana getirmiş, ancak bu artış NaHS yanıtına göre çok düşük kalmıştır. Diğer test edilen türler kaynakta anlamlı sinyal oluşturmamıştır.

Bu çalışma lizozomlarda H₂S görüntülemesini kanıtlıyor mu?

Hayır. Morfolin lizozom hedefleyici bir yapı olarak seçilmiş olsa da bu çalışmanın deneyleri sentezlenen probların çözelti içindeki absorpsiyon, floresans, kinetik, solvent, pH ve seçicilik davranışlarını test etmektedir; hücre kültürü, konfokal görüntüleme, lizozomal eş-lokalizasyon veya in vivo biyogörüntüleme deneyi raporlanmamıştır.

Bu nedenle çalışma “lizozom hedefli sensör tasarımında morfolin bağlayıcısının kimyasal performansı önemlidir” sonucunu destekler. Buna karşılık “S2 canlı hücrelerde lizozoma başarıyla girdi”, “lizozomal H₂S'yi nicel olarak görüntüledi” veya “hastalığı hücre içinde saptadı” gibi sonuçlar bu kaynağın deneylerinden çıkarılamaz.

Çalışmanın Yöntemi ve Bulguları

Kimyasal sentez ve karakterizasyon

S1–S5 probları çok basamaklı organik sentez yollarıyla hazırlanmıştır. Temel strateji önce ilgili morfolin-substitüe hidroksi-1,8-naftalimit ara ürününün hazırlanması, ardından hidroksil grubunun 2,4-dinitrobenzenesülfonil klorür ile reaksiyona sokularak DNBS esterine dönüştürülmesidir.

Ara ürünler ve final bileşikler ¹H ve ¹³C NMR spektroskopisiyle karakterize edilmiştir. Yapısal karakterizasyona ait NMR spektrumları ek materyalde sunulmaktadır.

Kullanılan cihazlar

UV–Vis absorpsiyon spektrumları Agilent Technologies Cary 8454 UV–Vis spektrofotometre ile ölçülmüştür. Floresans ölçümleri Horiba Scientific FluoroMax-4 spektroflorometre üzerinde 0,5 cm kuvars küvet kullanılarak gerçekleştirilmiş; eksitasyon ve emisyon slit genişlikleri 1–5 nm arasında ayarlanmıştır.

¹H ve ¹³C NMR karakterizasyonları oda sıcaklığında Bruker Ascend 400, 400 MHz NMR cihazıyla yürütülmüştür. Ara ürünler ve final ürünlerin saflaştırılmasında CombiFlash NextGen 300+ sistemi kullanılmıştır.

H₂S kaynağı ve temel deney ortamı

Çözelti tabanlı deneylerde hidrojen sülfür kaynağı olarak sodyum hidrosülfür, NaHS, kullanılmıştır. Temel spektroskopik karşılaştırmalarda S1–S5 probları 10 µM konsantrasyonda DMSO/PBS 7:3 (v/v), pH 7,4 ortamında değerlendirilmiştir.

Kaynak farklı deney açıklamalarında PBS konsantrasyonunu aynı şekilde vermemektedir: spektral ve bazı solvent deneylerinde 0,1 mM, kinetik ve seçicilik deneylerinin açıklamalarında 0,1 M değeri bulunmaktadır. Verianla bu değerleri tek bir konsantrasyon olarak yeniden yorumlamamaktadır; her deney kendi kaynak koşuluyla ele alınmalıdır.

Şekil 1: başlangıç ve H₂S sonrası spektral değişim

Şekil 1 dört panel içerir. NaHS bulunmadığında S1–S5'in absorpsiyon maksimumu yaklaşık 338 nm'dedir. Floresans düşük seviyededir. 500 µM NaHS ile 30 dakika inkübasyon sonrasında 338 nm bandı azalır ve 452 nm civarında yeni absorpsiyon oluşur; aynı koşullarda 605 nm'de güçlü yeni floresans emisyonu ortaya çıkar.

Panel D'de problar arasında belirgin sinyal büyüklüğü farkı görülmektedir. S2 en yüksek 605 nm yanıtını verirken S5 en düşük yanıtı oluşturur. Bu grafik, bağlayıcı yapısının reaksiyon sonrasında oluşan optik çıktıyı güçlü biçimde değiştirdiğini doğrudan desteklemektedir.

Şekil 2: NaHS titrasyonu ve LOD

S1–S5, 0–500 µM NaHS aralığında titrasyona tabi tutulmuştur ve spektrumlar 30 dakikalık inkübasyondan sonra kaydedilmiştir. S2 en yüksek floresans artışını göstererek 500 µM civarında plato oluşturmuştur. S1 ve S3 de bu konsantrasyon civarında doygunluğa yaklaşırken sinyal büyüklükleri daha düşük kalmıştır.

0–120 µM bölgesinde floresans yoğunluğu ile NaHS konsantrasyonu arasında doğrusal ilişki raporlanmıştır. Absorpsiyon verilerinde A₄₅₂/A₃₃₈ oranı NaHS arttıkça yükselmiştir ve en yüksek oran S2'de görülmüştür.

Şekil 3: reaksiyon kinetiği

Her prob 10 µM konsantrasyonda 500 µM NaHS ile oda sıcaklığında inkübe edilmiş ve 605 nm emisyonu 30 dakika boyunca takip edilmiştir. S2 mutlak olarak en büyük sinyal artışını verirken S5 en düşük sinyali üretmiştir.

Normalize edilmiş eğriler S1–S4'ün yaklaşık benzer kinetik profillere sahip olduğunu göstermektedir. S5 ise yaklaşık 7 dakika içinde kendi maksimum floresans seviyesine ulaşmıştır. Ancak maksimumunun düşük olması nedeniyle hızlı reaksiyon kinetiği, algılama performansındaki zayıf sinyal sorununu telafi etmemiştir.

S2 ayrıca 5, 15, 25 ve 35 °C'de değerlendirilmiştir. Daha yüksek sıcaklık 30. dakikadaki floresans yoğunluğunu artırmış, fakat genel kinetik şekil sıcaklık aralığı boyunca benzer kalmıştır.

Şekil 4: solvent ve pH etkisi

S2, altı farklı %70 solvent/PBS ortamında test edilmiştir: aseton, metanol, THF, asetonitril, DMSO ve 2-metoksietanol. Kaynağın çevre deney tanımı ve Şekil 4 açıklaması S2'nin 500 µM NaHS ile 30 dakika inkübe edildiğini belirtir.

En büyük floresans artışı DMSO'da 63,6 kat, en düşük artış MeOEtOH'da 3,3 kat olarak raporlanmıştır. Serbest M2 floroforuyla karşılaştırılan geri kazanım oranı DMSO'da %85,4 ile en yüksektir.

Kaynak metninde aynı solvent deneyinin geri kazanım oranları anlatılırken bir yerde “500 mM NaHS” yazmaktadır. Bu değer çevre deney protokolü ve şekil açıklamasındaki 500 µM ile uyuşmamaktadır; kaynak içinde açık bir birim tutarsızlığı bulunduğundan Verianla değerlerden birini sessizce düzeltilmiş nihai gerçek olarak sunmamaktadır.

pH 1–13 arasında yapılan deneyde düşük pH'da yanıt sınırlı, pH 4–9 aralığında belirgin, yüksek bazik koşullarda ise blank floresansı artan bir davranış görülmüştür. pH 10'un üzerinde arka plan artışı DNBS esterinin OH⁻ aracılı hidroliziyle açıklanmaktadır.

Şekil 5: seçicilik

S2, yüksek konsantrasyonlu biyolojik tioller dahil olmak üzere geniş bir girişimci paneline karşı test edilmiştir. NaHS açık ara en kuvvetli 605 nm yanıtını oluşturmuştur. Cys küçük bir floresans artışı meydana getirirken GSH ve test edilen diğer iyonlar/askorbik asit anlamlı bir interferans oluşturmamıştır.

Çalışmanın desteklediği sonuç

Kaynak verileri, morfolin grubunun 1,8-naftalimit floroforuna nasıl bağlandığının DNBS tabanlı H₂S algılamasında büyük performans farkı yaratabileceğini desteklemektedir. İncelenen beş yapı arasında iki karbonlu ayırıcı içeren S2; sinyal büyüklüğü, LOD, çözücü davranışı ve seçicilik birlikte değerlendirildiğinde en başarılı probdur.

Çalışmanın desteklemediği sonuç

Bu deneyler S2'nin insanlarda veya hayvanlarda H₂S ölçebildiğini göstermez. Hücresel lizozom hedefleme verisi sunmaz. Hücre geçirgenliği, sitotoksisite, biyolojik dağılım veya canlı organizmada farmakokinetik davranış test edilmemiştir. Ayrıca çözeltide elde edilen LOD değerleri, gerçek hücresel mikroçevrede aynı analitik performansın otomatik olarak korunacağını kanıtlamaz.

Temel yöntemsel sınırlar

Çalışmanın ana sınırı, biyolojik uygulama motivasyonuna rağmen deneysel doğrulamanın çözeltide kalmasıdır. Ayrıca sensör performansı solvent bileşimine güçlü biçimde bağlıdır; dolayısıyla DMSO ağırlıklı deney ortamında gözlenen yüksek sinyalin tamamen sulu veya hücresel ortamda aynen korunacağı varsayılamaz.

Kaynakta spektral eğriler grafik olarak gösterilmekle birlikte tüm ham sayısal veri noktaları ana metinde tablo halinde sunulmamaktadır. Bu nedenle grafik görüntülerinden yeni kesin konsantrasyon–sinyal değerleri türetilmemelidir.

Kaynak ve Yöntem Notu

Özgün çalışma: Influence of Morpholine Substitution on DNBS-Based 1,8-Naphthalimide Fluorescent Probes for H2S Detection.

Yazarlar: Trevor Dvorak; Sara Fox-Belmonte; Noah Burbul; Haishi Cao.

Sorumlu yazar: Haishi Cao.

Kurum: Department of Chemistry, University of Nebraska at Kearney, Kearney, Nebraska, USA.

Dergi: Chemistry.

Yayıncı: MDPI.

ISSN: 2624-8549.

Bibliyografik kayıt: Chemistry, 2026, 8(5), Makale 59.

DOI: 10.3390/chemistry8050059.

Yayın tarihi: 1 Mayıs 2026.

Makale türü: Article; deneysel organik/supramoleküler sensör kimyası ve spektroskopik karakterizasyon çalışması.

Hakemlik: Chemistry hakemli, açık erişimli bir bilimsel dergidir.

Lisans: Creative Commons Attribution (CC BY). PDF üzerinde lisans sürüm numarası ayrıca belirtilmediğinden sürüm numarası tahmin edilmemiştir.

Temel deney sistemi: S1–S5 morfolin içeren DNBS tabanlı 1,8-naftalimit probları; çözeltide H₂S kaynağı olarak NaHS.

Ana analitik yöntemler: UV–Vis absorpsiyon spektroskopisi, floresans spektroskopisi, ¹H NMR ve ¹³C NMR.

UV–Vis cihazı: Cary 8454, Agilent Technologies.

Floresans cihazı: FluoroMax-4, Horiba Scientific.

NMR cihazı: Ascend 400, Bruker, 400 MHz.

Saflaştırma sistemi: CombiFlash NextGen 300+, Teledyne ISCO.

LOD tanımı: LOD = 3σ/κ; σ blank sinyalinin 20 tekrarlı ölçümündeki standart sapma, κ NaHS kalibrasyon eğrisinin eğimidir.

Ana sonuç: S2, 0,4 µM ile serideki en düşük LOD'u ve en güçlü genel floresans yanıtını göstermiştir; iki karbonlu morfolin–florofor spacer yapısı bu prob ailesinde en elverişli tasarım olarak raporlanmıştır.

Ek materyal: M ve S serilerine ait ¹H ve ¹³C NMR spektrumları, NaHS varlığındaki ek absorpsiyon değişimleri ve yakın tarihli H₂S problarıyla karşılaştırmalı Table S1.

Finansman: Nebraska EPSCoR, OIA-2044049.

Veri erişilebilirliği: Çalışmanın özgün katkılarının makale ve ek materyalde bulunduğu; ek taleplerin sorumlu yazara yöneltilebileceği bildirilmiştir.

Çıkar çatışması: Yazarlar çıkar çatışması bildirmemiştir.

Yazar katkıları: Investigation: Trevor Dvorak, Sara Fox-Belmonte ve Noah Burbul; writing—original draft: Haishi Cao; writing—review and editing: Haishi Cao; project administration: Haishi Cao; funding acquisition: Haishi Cao.

Kaynak içi raporlama notu 1: Solvent deneyinde çevre yöntem metni ve Şekil 4 açıklaması 500 µM NaHS verirken floresans geri kazanımı paragrafında 500 mM ifadesi yer almaktadır. Bu değerler arası fark Verianla tarafından sessizce düzeltilmemiştir.

Kaynak içi raporlama notu 2: pH tartışmasında belirgin yanıt pH 4–9 olarak anlatılır ve ardından “optimal çalışma aralığı 4–10” ifadesi kullanılır; abstract ve sonuç ise pH 4–9 aralığını verir.

Kaynak içi deney koşulu notu: Bazı spektral/solvent açıklamalarında PBS derişimi 0,1 mM, kinetik ve seçicilik açıklamalarında ise 0,1 M olarak raporlanmıştır. Bu koşullar kaynakta verildiği biçimde korunmalıdır.

Bilimsel yorum sınırı: Çalışma çözeltide H₂S/NaHS algılamasını test eder. Hücresel lizozom lokalizasyonu, canlı hücre görüntüleme, hayvan çalışması veya klinik uygulama doğrulanmamıştır.

Görsel yeniden kullanım notu: Kaynağın Scheme 1 ve Şekil 1–5 düzeni birebir kopyalanmamıştır. Kaynakta doğrudan raporlanan değerler Verianla içinde bağımsız tablo veya source-derived şemayla temsil edilebilir. Spektral eğrilerin ham verisi olmadan piksel görüntüsünden kesin yeni veri serisi oluşturulmamalıdır.